海洋动物基因组提取试剂盒

海洋动物组织基因组 DNA 提取试剂盒
Marine Animal DNA Kit
离心柱式
Cat No:DY6008
Kit Size:50T


产品组分
		组分 Contents	50preps
		Buffer 1#	15ml
		Buffer 2#	15ml
		Buffer(concentrate) 3#	13ml
		Buffer(concentrate) 4#	15ml
		Buffer 5#	15ml
		Buffer 6#	1ml
		吸附柱	50
		收集管(2ml)	100

储运条件
	本试剂盒中Buffer 6#保存在-20℃，其他组分室温15℃-25℃的干燥条件保存。

说明
	本产品仅供科研使用，请勿用于临床诊断及其他用途。
产品简介
	本试剂盒适合于从多种海洋动物（如鱼类、虾类、贝类等）组织中提取总 DNA。纯化过程不需苯酚或氯仿等有机溶剂，无需乙醇沉淀。本试剂盒采用优化的缓冲体系使裂解液中的 DNA 高效特异的结合到硅胶质离心吸附柱上，其他污染物可流过膜，蛋白、PCR 和其他酶促反应的抑制剂可通过两步有效的洗涤步骤被有效去除，最后使用低盐缓冲液或水洗脱，即可获得高纯度 DNA。纯化得到的 DNA 可以直接用于酶切、PCR、Real-TimePCR、文库构建、SouthernBlot、分子标记等下游实验。
实验前准备及注意事项
	1.本实验需要无水乙醇，请自备。
	2.Buffer 6# 勿长时间室温放置，避免反复冻融，以免影响其活性。
	3.第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明先在 Buffer 3#和Buffer 4# 中加入无水乙醇。
	4.使用前请检查Buffer 1#和Buffer 2#是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，Buffer 1#和Buffer 2#于56℃水浴重新溶解。
	5.样品应避免反复冻融，否则会导致提取的 DNA 片段较小且提取量也下降。
	6.如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以加入4 μlDNase-Free的RNaseA（100mg/ml），RNaseA本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，Cat No:DY5012。

说明
		不同海洋动物组织提取得率
		样本	建议孵育时间	DNA得率
		贝类组织	0.5h	12-20 μg
		虾组织	1h	8-14 μg
		鱼类组织	1h	15-40 μg

操作步骤
	1. 取不超过30mg 的组织材料，充分研磨后，放入离心管（自备）中，加入200μlBuffer 1#，涡旋振荡 15 秒。注意：1）根据提取的组织不同，起始量也稍有不同，腮的细胞量较大，一般建议提取量不超过 20mg。 2）如需去除 RNA，可在上述步骤完成后，加入 4μl 浓度为 100mg/ml 的 RNaseA 溶液（Cat No:LY5012），震荡混匀，室温放置5-10min。
	2．加入20 μl Buffer 6#，涡旋混匀，简短离心，使管壁上的溶液收集到管底。56℃孵育，直至组织完全溶解，短暂离心，使管壁上的溶液收集到管底。
	注意：不同组织裂解时间不同，通常需 0.5-2 小时即可完成。对于难裂解组织可以适当延长孵育时间。
	3．加入200 μlBuffer 2#，充分颠倒混匀，70℃孵育 10 min，短暂离心，使管壁上的溶液收集到管底。
	注意：加入 Buffer 2# 时可能会产生白色沉淀，一般 70℃放置时会消失，不会影响后续实验。如溶液未变清亮，说明细胞裂解不彻底，可能导致提取 DNA 量少和提取出的 DNA 不纯。
	4．加入200 μl 无水乙醇，充分颠倒混匀，此时可能出现絮状沉淀，短暂离心，使管壁上的溶液收集到管底。
	5．将步骤 4 所得溶液全部加入吸附柱(吸附柱应预先装入收集管中)中，若一次不能加完溶液，可分多次转入。10,000rpm（～11,500×g）离心 1 min，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
	6．向吸附柱中加入500 μlBuffer 3#（使用前检查是否已加入无水乙醇），10,000rpm 离心 1 min，倒掉收集管中的废液，将吸附柱放回收集管中。
	7. 向吸附柱中加入500 μlBuffer 4#（使用前检查是否已加入无水乙醇），10,000rpm离心1min，倒掉收集管中的废液，将吸附柱放回收集管中。
	注意：如需进一步提高DNA纯度，可重复步骤7.
	8. 12,000rpm（~13,400×g）离心2min，倒掉收集管中的废液。将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。
	注意：这一步的目的是将吸附柱中残余的乙醇去除，乙醇的残留会影响后续的酶促反应（酶切、PCR等）。
	9. 将吸附柱置于一个新的离心管中，向吸附柱的中间部位悬空加入50-200 μlBuffer 5#，室温放置2-5min，10,000rpm离心1min，收集DNA溶液，-20℃保存DNA。

	注意：1）如果下游实验对pH值或EDTA敏感，可以用灭菌水洗脱。洗脱液的pH值对洗脱效率有很大影响，若用水做洗脱液应保证其pH值在7.0-8.5（可以用NaOH将水的pH值调到此范围），pH值低于7.0时洗脱效率不高。
	2）离心之前室温孵育5min可以增加产量。
	3）用另外的50-200 μlBuffer 5#或灭菌水再次洗脱可以增加产量。
	4）如果要提高DNA的终浓度，可以将步骤9所得的DNA洗脱液重新加至吸附膜上，重复步骤9；若洗脱体积小于200 μl，可以增加DNA的终浓度，但可能会减少总产量。如果DNA的量小于1 μg，推荐用50 μlBuffer 5#或灭菌水洗脱。
	5）因为保存在水中的DNA会受到酸性水解作用的影响，如需长期保存，推荐用Buffer 5#洗脱并于-20℃保存。

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